ОБНБиофизика Biophysics

  • ISSN (Print) 0006-3029
  • ISSN (Online) 3034-5278

ПРОЦЕССЫ ТЕРМИЧЕСКОЙ АГРЕГАЦИИ И АВТОЛИЗА МОЛЕКУЛ ЦИСТЕИНОВЫХ ПРОТЕАЗ – БРОМЕЛИНА, ФИЦИНА И ПАПАИНА

Код статьи
S0006302925020027-1
DOI
10.31857/S0006302925020027
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Том/ Выпуск
Том 70 / Номер выпуска 2
Страницы
225-239
Аннотация
Среди протеаз растительного происхождения цистеиновые папаиноподобные эндопептидазы, такие как фицин, бромелин и папаин, занимают важное место благодаря их высокой протеолитической активности в физиологическом диапазоне значений pH среды. Процессы термической агрегации и автолиза молекул протеаз могут оказывать существенное влияние на их активность и соответственно перспективы практического применения. К настоящему времени механизмы агрегации молекул белков еще недостаточно изучены, однозначно предсказать их агрегационную устойчивость на основании аминокислотной последовательности пока не удается. В связи с этим целью работы было изучение процессов термической агрегации и автолиза молекул некоторых цистеиновых протеаз. Установлено, что несмотря на схожие структурные и функциональные свойства фицина, бромелина и папаина процессы их термической агрегации протекают с различной интенсивностью. В частности, фицин и бромелин примерно сопоставимы по показателям их агрегационной устойчивости, тогда как папаин существенно менее подвержен процессам агрегации при воздействии повышенных температур. Выдвинуто предположение о том, что на устойчивость названных цистеиновых протеаз к процессам агрегации существенное влияние оказывают наличие и конфигурация внутренних структур молекулы, таких как полости, туннели и поры, а также зарядовые свойства ее поверхности.
Ключевые слова
бромелин фицин папаин агрегация автолиз
Дата публикации
24.10.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
17

Библиография

  1. 1. Bilal M., Qamar S. A., Carballares D., Berenguer-Murcia A., and Fernandez-Lafuente R. Proteases immobilized on nanomaterials for biocatalytic, environmental and biomedical applications: Advantages and drawbacks. Biotechnol. Adv., 70, 108304 (2024). DOI: 10.1016/j.biotechadv.2023.108304
  2. 2. Mamo J. and Assefa F. The role of microbial aspartic protease enzyme in food and beverage industries. J. Food Qual., 2018, 1–15 (2018). DOI: 10.1155/2018/7957269
  3. 3. Morellon-Sterling R., El-Siar H., Tavano O. L., Berenguer-Murcia A., and Fernandez-Lafuente R. Ficin: a protease extract with relevance in biotechnology and biocatalysis. Int. J. Biol. Macromol., 162, 394–404 (2020). DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2020.06.144
  4. 4. Tavano O. L., Berenguer-Murcia A., Secundo F., and Fernandez-Lafuente R. Biotechnological applications of proteases in food technology. Compr. Rev. Food Sci. Food Saf., 17 (2), 412–436 (2018). DOI: 10.1111/1541-4337.12326
  5. 5. Razzaq A., Shamsi S., Ali A., Ali Q., Sajjad M., Malik A., and Ashraf M. Microbial proteases applications. Front. Bioeng. Biotechnol., 7, 110 (2019). DOI: 10.3389/fbioe.2019.00110
  6. 6. Manjuprasanna V. N., Rudresha G. V., Urs A. P., Milan Gowda M. D., Rajaiah R., and Vishwanath B. S. Drupin, a cysteine protease from Ficus drupacea latex accelerates excision wound healing in mice. Int. J. Biol. Macromol., 165, 691–700 (2020). DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2020.09.215
  7. 7. Castaneda-Valbuena D., Berenguer-Murcia A., Fernandez-Lafuente R., Morellon-Sterling R., and Tacias-Pascacio V. G. Biological activities of peptides obtained by pepsin hydrolysis of fishery products. Process Biochem., 120, 53–63 (2022). DOI: 10.1016/j.procbio.2022.05.029
  8. 8. Gorguc A., Gencdağ E., and Yılmaz F. M. Bioactive peptides derived from plant origin by-products: biological activities and techno-functional utilizations in food developments – a review. Food Res. Int., 136, 109504 (2020). DOI: 10.1016/j.foodres.2020.109504
  9. 9. Karami Z. and Akbari-Adergani B. Bioactive food derived peptides: A review on correlation between structure of bioactive peptides and their functional properties. J. Food Sci. Technol., 56, 535–547 (2019). DOI: 10.1007/s13197-018-3549-4
  10. 10. Nwachukwu I. D. and Aluko R. E. Structural and functional properties of food protein-derived antioxidant peptides. J. Food Biochem., 43 (1), e12761 (2019). DOI: 10.1111/jfbc.12761
  11. 11. Tacias-Pascacio V. G., Morellon-Sterling R., Castaneda-Valbuena D., Berenguer-Murcia, A., Kamli M. R., Tavano O., and Fernandez-Lafuente R. Immobilization of papain: a review. Int. J. Biol. Macromol., 188, 94–113 (2021). DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2021.08.016
  12. 12. Balbinott N. and Margis R. Review: Unraveling the origin of the structural and functional diversity of plant cystatins. Plant Sci., 321, 111342, (2022). DOI: 10.1016/j.plantsci.2022.111342
  13. 13. Singleton A. and Buttle D. J. Ficain. In: Handbook of Proteolytic Enzymes (3rd ed.), Ed. by N. D. Rawlings and G. Salvesen (Acad. Press, 2013), pp. 1877–1879.
  14. 14. Baidamshina D. R., Trizna E. Y., Holyavka M. G., Bogachev M. I., Artyukhov V. G., Akhatova F. S., Rozhina E. V., Fakhrullin R. F., and Kayumov A. R. Targeting microbial biofilms using Ficin, a nonspecific plant protease. Sci. Rep., 7 (1), 46068 (2017). DOI: 10.1038/srep46068
  15. 15. Baidamshina D. R., Trizna E. Yu., Goncharova S. S., Sorokin A. V., Lavlinskaya M. S., Melnik A. P., Gafarova L. F., Kharitonova M. A., Ostolopovskaya O. V., Artyukhov V. G., Sokolova E. A., Holyavka M. G., Bogachev M. I., Kayumov A. R., and Zelenikhin P. V. The effect of ficin immobilized on carboxymethyl chitosan on biofilms of oral pathogens. Int. J. Mol. Sci., 24, 16090 (2023). DOI: 10.3390/ijms242216090
  16. 16. Koroleva V. A., Trizna E. Y., Pankova S. M., Agafonova M. N., Chirkova M. N., Vasileva O. S., Akhmetov N.,Shubina V. V., Porfiryev A. G., Semenova E. V., Sachenkov O. A., Bogachev M. I., Artyukhov V. G., Baltina T. V., Holyavka M. G., and Kayumov A. R. Anti-biofilm and wound-healing activity of chitosan-immobilized Ficin. Int. J. Biol. Macromol., 164, 4205–4217 (2020). DOI: 10.1016/j.ijbiomac.2020.09.030
  17. 17. Rosenberg L., Krieger Y., Bogdanov-Berezovski A., Silberstein E., Shoham Y., and Singer A. J. A novel rapid and selective enzymatic debridement agent for burn wound management: A multi-center RCT. Burns, 40 (3), 466–474 (2014). DOI: 10.1016/j.burns.2013.08.013
  18. 18. Sharaf A. and Muthayya P. Microbial profile of burn wounds managed with enzymatic debridement using bromelainbased agent, NexoBridR. Burns, 48, 1618–1625 (2021). DOI: 10.1016/j.burns.2021.12.004
  19. 19. Abbas S., Shanbhag T., and Kothare A. Applications of bromelain from pineapple waste towards acne. Saudi J. Biol. Sci., 28, 1001–1009 (2020). DOI: 10.1016/j.sjbs.2020.11.032
  20. 20. Holyavka M. G., Goncharova S. S., Sorokin A. V., Lavlinskaya M. S., Redko Yu. A., Faizullin D. A., Baidamshina D. R., Zuev Y. F., Kondratyev M. S., Kayumov A. R., and Artyukhov V. G. Novel biocatalysts based on bromelain immobilized on functionalized chitosans and research on their structural features. Polymers, 14, 5110 (2022). DOI: 10.3390/polym14235110
  21. 21. Morse C. R., Wang H., Donahue D. M., Garrity J. M. and Allan J. S. Use of proteolytic enzymes in the treatment of proteinaceous esophageal food impaction. J. Emergency Med., 50, 183–186 (2016). DOI: 10.1016/j.jemermed.2015.07.018
  22. 22. Dietrich R. E. Oral proteolytic enzymes in the treatment of athletic injuries: a double-blind study. Pennsyl. Med. J., 68, 35–37 (1965).
  23. 23. Veraldi S., Barbareschi M., Guanziroli E., Bettoli V., Minghetti S., Capitanio B., Sinagra J. L., Sedona P., and Schianchi R. Treatment of mild to moderate acne with a fixed combination of hydroxypinacolone retinoate, retinol glycospheres and papain glycospheres. G. Ital. Dermatol. Venereol., 150, 143–147 (2015).
  24. 24. Bussadori S. K., de Godoy C. H. L., Alfaya T. A., Fernandes K. P. S., Mesquita-Ferrari R. A., and Motta L. J. Chemo-mechanical caries removal with Papacarie™: case series with 84 reports and 12 months of follow-up. J. Contemp. Dent. Pract., 15, 250–253 (2014). DOI: 10.5005/jp-journals-10024-1523
  25. 25. Juntavee J., Peerapattana A., Ratanathongkam N., Nualkaew N., Chatchiwiwattana S., and Treesuwan P. The antibacterial effects of apacaries gel on Streptococcus mutans: An in vitro study. Int. J. Clin. Pediatr. Dent., 7, 77–81 (2014). DOI: 10.5005/jp-journals-10005-1241
  26. 26. Venkataraghavan K., Kush A., Lakshminarayana C. S., Diwakar L., Ravikumar P., Patil S., and Karthik S. Chemomechanical caries removal: A review & study of an indigenously developed agent (Carie Care (TM) Gel) in children. J. Int. Oral Health, 5, 84–90 (2013).
  27. 27. Baidamshina D. R., Koroleva V. A., Olshannikova S. S., Trizna E. Yu., Bogachev M. I., Artyukhov V. G., Holyavka M. G., and Kayumov A. R. Biochemical properties and anti-biofilm activity of chitosan-immobilized papain. Marine Drugs, 19, 197 (2021). DOI: 10.3390/md19040197
  28. 28. Cstorer A. and Menard R. Catalytic mechanism in papain family of cysteine peptidases. Proteolytic Enzymes: Serine and Cysteine Peptidases. Methods Enzymol., 244, 486–500 (1994). DOI: 10.1016/0076-6879(94)44035-2
  29. 29. Koroleva V., Lavlinskaya M., Holyavka M., Penkov N., Zuev Y., and Artyukhov V. Thermal inactivation, denaturation and aggregation processes of papain-like proteases. Chemistry & biodiversity, e202401038 (2024). DOI: 10.1002/cbdv.202401038
  30. 30. Bekhit A. A., Hopkins D. L., Geesink G., Bekhit A. A., and Franks P. Exogenous proteases for meat tenderization. Crit. Rev. Food Sci. Nutr., 54, 1012–1031 (2014). DOI: 10.1080/10408398.2011.623247
  31. 31. Ashie I. N. A., Sorensen T. L., and Nielsen P. M. Effects of papain and a microbial enzyme on meat proteins and beef tenderness. J. Food Sci., 67 (6), 2138–2142 (2002). DOI: 10.1111/j.1365-2621.2002.tb09516.x
  32. 32. Kaur S., Vasiljevic T., and Huppertz T. Milk protein hydrolysis by actinidin – kinetic and thermodynamic characterization and comparison to bromelain and papain. Food, 12 (23), 4248 (2023). DOI: 10.3390/foods12234248
  33. 33. Ratanji K. D., Derrick J. P., Dearman R. J., and Kimber I. Immunogenicity of therapeutic proteins: influence of aggregation. J. Immunotoxicol., 11 (2), 99–109 (2014). DOI: 10.3109/1547691X.2013.821564
  34. 34. Arvinte T., Palais C., Green-Trexler E., Gregory S., Mach H., Narasimhan C., and Shameem M. Aggregation of biopharmaceuticals in human plasma and human serum: implications for drug research and development. mAbs., 5 (3), 491–500 (2013). DOI: 10.4161/mabs.24245
  35. 35. Ausserwoger H., Schneider M. M., Herling T. W., Arosio P., Invernizzi G., Knowles T. P. J., and Lorenzen N. Non-specificity as the sticky problem in therapeutic antibody development. Nat. Rev. Chem., 6 (12), 844–861 (2022). DOI: 10.1038/s41570-022-00438-x
  36. 36. Wang X., Das T. K., Singh S. K., and Kumar S. Potential aggregation prone regions in biotherapeutics: A survey of commercial monoclonal antibodies. mAbs., 1 (3), 254–267 (2009). DOI: 10.4161/mabs.1.3.8035
  37. 37. Tiller K. E., Li L., Kumar S., Julian M. C., Garde S., and Tessier P. M. Arginine mutations in antibody complementaritydetermining regions display context-dependent affinity/specificity trade-offs. J. Biol. Chem., 292 (40), 16638–16652 (2017). DOI: 10.1074/jbc.M117.783837
  38. 38. Kelly R. L., Le D., Zhao J., and Wittrup K. D. Reduction of nonspecificity motifs in synthetic antibody libraries. J. Mol. Biol., 430 (1), 119–130 (2018). DOI: 10.1016/j.jmb.2017.11.008
  39. 39. Birtalan S., Zhang Y., Fellouse F. A., Shao L., Schaefer G., and Sidhu S. S. The intrinsic contributions of tyrosine, serine, glycine and arginine to the affinity and specificity of antibodies. J. Mol. Biol., 377 (5), 1518–1528 (2008). DOI: 10.1016/j.jmb.2008.01.093
  40. 40. Rupakheti C. R., Roux B., Dehez F., and Chipot C. Modeling induction phenomena in amino acid cation–π interactions. Theor. Chem. Acc., 137, 174 (2018). DOI: 10.1007/s00214-018-2376-z
  41. 41. Rose G. D., Geselowitz A. R., Lesser G. J., Lee R. H., and Zehfus M. H. Hydrophobicity of amino acid residues in globular proteins. Science, 229 (4716), 834–838 (1985).
  42. 42. Rosace A., Bennett A., Oeller M., Mortensen M. M., Sakhnini L., Lorenzen N., Poulsen C., and Sormanni P. Automated optimisation of solubility and conformational stability of antibodies and proteins. Nat. Commun., 14, 1937 (2023). DOI: 10.1038/s41467-023-37668-6
  43. 43. Mant C. T., Kovacs J. M., Kim H. M., Pollock D. D., and Hodges R. S. Intrinsic amino acid side-chain hydrophilicity/hydrophobicity coefficients determined by reversedphase high-performance liquid chromatography of model peptides: comparison with other hydrophilicity/hydrophobicity scales. Biopolymers, 92 (6), 573–595 (2009). DOI: 10.1002/bip.21316
  44. 44. Hebditch M., Carballo-Amador M. A., Charonis S., Curtis R., and Warwicker J. Protein-Sol: a web tool for predicting protein solubility from sequence. Bioinformatics, 33 (19), 3098–3100 (2017). DOI: 10.1093/bioinformatics/btx345
  45. 45. Kharat S. J. Density, viscosity and ultrasonic velocity studies of aqueous solutions of sodium acetate at different temperatures. J. Mol. Liquids, 140 (1–3), 10–14 (2008). DOI: 10.1016/j.molliq.2007.12.006
  46. 46. Bisht M., Jha I., and Venkatesu P. Comprehensive Evaluation of Biomolecular Interactions between Protein and Amino Acid Based-Ionic Liquids: A Comparable Study between [Bmim][Br] and [Bmim][Gly] Ionic Liquids. ChemistrySelect, 1 (13), 3510–3519 (2016). DOI: 10.1002/slct.201600524
  47. 47. Baker E. N., Boland M. J., Calder P. C., and Hardman M. J. The specificity of actinidin and its relationship to the structure of the enzyme. Biochim. Biophys. Acta, 616, 30–34 (1980). DOI: 10.1016/0005-2744(80)90260-0
  48. 48. Haesaerts S., Rodriguez Buitrago J. A., Loris R., Baeyens-Volant D., and Azarkan M. Crystallization and preliminary X-ray analysis of four cysteine proteases from Ficus carica latex. Acta Crystallogr. Sect. F Struct. Biol. Commun., 71, 459–465 (2015). DOI: 10.1107/S2053230X15005014
  49. 49. Сакибаев Ф. А., Холявка М. Г. и Артюхов В. Г. Особенности пространственных структур молекул растительных протеаз −бромелина, фицина и папаина. Вестн. ВГУ. Серия «Химия. Биология. Фармация», 3, 57–62 (2020).
  50. 50. Pankova S. M., Sakibaev F. A., Holyavka M. G., and Artyukhov V. G. A possible role of charged amino-acid clusters on the surface of cysteine proteases for preserving activity when binding with polymers. Biophysics, 67 (1), 8–14 (2022). DOI: 10.1134/S0006350922010146
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека