Везде

ОБНБиофизика Biophysics

  • ISSN (Print) 0006-3029
  • ISSN (Online) 3034-5278

ОКТАКАЛЬЦИЕВЫЙ ФОСФАТ, ДОПИРОВАННЫЙ КАТИОНАМИ БАРИЯ, ДЛЯ ПРИМЕНЕНИЯ В ТКАНЕВОЙ ИНЖЕНЕРИИ

Вы можете
Код статьи
S0006302925020124-1
DOI
10.31857/S0006302925020124
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Фадеева И. С
  • Аффилиация:
    Институт металлургии и материаловедения им. А.А. Байкова РАН
    Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН
Козловa М. В.
  • Аффилиация: Институт металлургии и материаловедения им. А.А. Байкова РАН
Том/ Выпуск
Том 70 / Номер выпуска 2
Страницы
333-346
Аннотация
Исследовано влияние допирования катионами бария порошка октакальцийфосфата, полученного с применением низкотемпературного подхода, на его фазовые и структурные характеристики, а также биосовместимость, в том числе в моделирующих воспаление условиях in vitro. Выявлено, что допирование катионами Ba2+ в использованном интервале концентраций (1, 5 и 10 расчетных %) не препятствует низкотемпературной химической трансформации дикальцийфосфата дигидрата и его превращению в октакальцийфосфат, однако реальное замещение составляет в максимуме 6.7 ат.%. Результаты исследований in vitro показывают, что замена ионов кальция на ионы бария в структуре октакальцийфосфата не приводит к повышению цитотоксических свойств; все изученные варианты низкотемпературного октакальцийфосфата и его барий-замещенных форм в рекомендованной концентрации 1 мг/мл не проявляют токсического действия и являются биосовместимыми. Выявленные для октакальцийфосфата с максимальной степенью замещения Ca2+ на Ba2+, равной 10%, эффекты, а именно: отсутствие влияния на содержание лизосом и активных форм кислорода в макрофагах человека в нормальных условиях и значительноe снижение продукции активных форм кислорода в условиях, моделирующих воспаление, а также значимое повышение конститутивной активации T-лимфоцитов in vitro, указывают на то, что данные процессы непосредственно и дозозависимо ассоциированы с катионами Ва2+ в составе октакальцийфосфата. Таким образом, предложенный подход низкотемпературной химической трансформации Ba2+-замещенных вариантов октакальцийфосфата перспективен и представляет интерес для получения на основе кальций-фосфатных соединений материалов с иммунорегуляторными свойствами. Полученные Ba2+- замещенные варианты октакальцийфосфата являются безопасными и биосовместимыми, при этом октакальцийфосфат с максимальной степенью замещения Ca2+ на Ba2+ не только является биоактивным, но и обладает потенциальным антиоксидантным и иммуномодулирующим действием.
Ключевые слова
биокерамика остеопластические материалы низкотемпературная химическая трансформация фосфаты кальция октакальцийфосфат допирование барий-замещенные фосфаты кальция
Дата публикации
24.10.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
20

Библиография

  1. 1. Dorozhkin S. V. Calcium orthophosphate (CaPO4) containing composites for biomedical applications: Formulations, properties, and applications. J. Composites Sci., 8 (6), 218 (2024). DOI: 10.3390/jcs8060218
  2. 2. Минайчев В. В. Клеточные и тканевые аспекты биосовместимости кальций-фосфатных соединений, полученных низкотемпературным синтезом. Дис. … канд. биол. наук (ИТЭБ, Пущино, 2024).
  3. 3. Kovrlija I., Locs J., and Loca D. Incorporation of barium ions into biomaterials: Dangerous liaison or potential revolution? Materials, 14 (19), 5772 (2021). DOI: 10.3390/ma14195772
  4. 4. Dorozhkin S. V. Calcium orthophosphate (CaPO4)based bioceramics: Preparation, properties, and applications. Coatings, 12 (10), 1380 (2022). DOI: 10.3390/coatings12101380
  5. 5. Pankratov A. S., Fadeeva I. S., Minaychev V. V., Kirsanova P. O., Senotov A. S., Yurasova Y. B., and Akatov V. S. A biointegration of micro- and nanocrystalline hydroxyapatite: problems and perspectives. Genes & Cells, 13 (3), 46–51 (2018). DOI: 10.23868/201811032
  6. 6. Takayanagi H., Ogasawara K., Hid, S., Chiba T., Murata S., Sato K., Takaoka A., Yokochi T., Oda H., Tanaka K., Nakamura K., and Taniguchi T. T-cell-mediated regulation of osteoclastogenesis by signalling crosstalk between RANKL and IFN-gamma. Nature, 408 (6812), 600–605 (2000). DOI: 10.1038/35046102
  7. 7. Okamoto K. and Takayanagi H. Osteoimmunology. Cold Spring Harbor Perspect. Med., 9 (1), a031245 (2019). DOI: 10.1101/cshperspect.a031245
  8. 8. Boanini E., Gazzano M., and Bigi A. Ionic substitutions in calcium phosphates synthesized at low temperature. Acta Biomater., 6 (6), 1882–1894 (2010). DOI: 10.1016/j.actbio.2009.12.041
  9. 9. Teterina A. Y., Smirnov I. V., Fadeeva I. S., Fadeev R. S., Smirnova P. V., Minaychev V. V., Kobyakova M. I., Fedotov A. Y., Barinov S. M., and Komlev V. S. Octacalcium phosphate for bone tissue engineering: Synthesis, modification, and in vitro biocompatibility assessment. Int. J. Mol. Sci., 22 (23), 1274 (2021). DOI: 10.3390/ijms222312747
  10. 10. Minaychev V. V., Smirnova P. V., Kobyakova M. I., Teterina A. Y., Smirnov I. V., Skirda V. D., Alexandrov A. S., Gafurov M. R., Shlykov M. A., Pyatina K. V., Senotov A. S., Salynkin P. S., Fadeev R. S., Komlev V. S., and Fadeeva I. S. Octacalcium phosphate for bone tissue engineering: synthesis, modification, and in vitro biocompatibility. assessment. Biomedicines, 12 (2), 263 (2024). DOI: 10.3390/biomedicines12020263
  11. 11. O’Neill E., Awale G., Daneshmandi L., Umerah O., and Lo K. W. The roles of ions on bone regeneration. Drug Discov. Today, 23 (4), 879–890 (2018). DOI: 10.1016/j.drudis.2018.01.049
  12. 12. Garbo C., Locs J., D'Este M., Demazeau G., Mocanu A., Roman C., Horovitz O., and Tomoaia-Cotisel M. Advanced Mg, Zn, Sr, Si multi-substituted hydroxyapatites for bone regeneration. Int. J. Nanomed., 15, 1037–1058 (2020). DOI: 10.2147/IJN.S226630
  13. 13. Mourino V., Cattalini J. P., and Boccaccini A. R. Metallic ions as therapeutic agents in tissue engineering scaffolds: An overview of their biological applications and strategies for new developments. J. Roy. Soc. Interface, 9 (68), 401–419 (2012). DOI: 10.1098/rsif.2011.0611
  14. 14. Li P., Jia Z., Wang Q., Tang P., Wang M., Wang K., Fang J., Zhao C., Ren F., Ge X., and Lu X. Resilient and flexible chitosan/silk cryogel incorporated with Ag/Sr codoped nanoscale hydroxyapatite for osteoinductivity and antibacterial properties. J. Mater. Chem. B, 6 (45), 7427–7438 (2018). DOI: 10.1039/c8tb01672k
  15. 15. Laskus A. and Kolmas J. Ionic substitutions in non-apatitic calcium phosphates. Int. J. Mol. Sci., 18 (12), 2542 (2017). DOI: 10.3390/ijms18122542
  16. 16. Barradas A. M., Yuan H., van Blitterswijk C. A., and Habibovic P. Osteoinductive biomaterials: current knowledge of properties, experimental models and biological mechanisms. Eur. Cells Mater., 21, 407–429 (2011). DOI: 10.22203/ecm.v021a31
  17. 17. Fellah B. H., Josselin N., Chappard D., and Weiss P., Layrolle P. Inflammatory reaction in rats muscle after implantation of biphasic calcium phosphate micro particles. J. Mater. Sci.: Mater. Med., 18 (2), 287–294 (2007). DOI: 10.1007/s10856-006-0691-8
  18. 18. Wang J., Liu D., Guo B., Yang X., Chen X., Zhu X., Fan Y., and Zhang X. Role of biphasic calcium phosphate ceramic-mediated secretion of signaling molecules by macrophages in migration and osteoblastic differentiation of MSCs. Acta Biomater., 51, 447–460 (2017). DOI: 10.1016/j.actbio.2017.01.059
  19. 19. Giancotti F. G. and Ruoslahti E. Integrin signaling. Science (N.Y.), 285 (5430), 1028–1032 (1999). DOI: 10.1126/science.285.5430.1028
  20. 20. Chen X., Wang J., Chen Y., Cai H., Yang X., Zhu X., Fan Y., and Zhang X. Roles of calcium phosphate-mediated integrin expression and MAPK signaling pathways in the osteoblastic differentiation of mesenchymal stem cells. J. Mater. Chem. B, 4 (13), 2280–2289 (2016). DOI: 10.1021/acsbiomaterials.7b00232
  21. 21. Shekaran A. and Garcia A. J. Extracellular matrix‐mimetic adhesive biomaterials for bone repair. J. Biomed. Mater. Res. Part A, 96 (1), 261–272 (2011). DOI: 10.1002/jbm.a.32979
  22. 22. Hu W. J., Eaton J. W., Ugarova T. P., and Tang L. Molecular basis of biomaterial-mediated foreign body reactions. Blood, 98 (4), 1231–1238 (2001). DOI: 10.1182/blood.v98.4.1231
  23. 23. Brodbeck W. G., Colton E., and Anderson J. M. Effects of adsorbed heat labile serum proteins and fibrinogen on adhesion and apoptosis of monocytes/macrophages on biomaterials. J. Mater. Sci.: Mater. Med., 14 (8), 671–675 (2003). DOI: 10.1023/a:1024951330265
  24. 24. Jenney C. R. and Anderson J. M. Adsorbed serum proteins responsible for surface dependent human macrophage behavior. J. Biomed. Mater. Res., 49 (4), 435–447 (2000). DOI: 10.1002/(sici)1097-4636(20000315)49:43.0.co;2-y
  25. 25. Olszak I. T., Poznansky M. C., Evans R. H., Olson D., Kos C., Pollak M. R., Brown E. M., and Scadden D. T. Extracellular calcium elicits a chemokinetic response from monocytes in vitro and in vivo. J. Clin. Invest., 105 (9), 1299–1305 (2000). DOI: 10.1172/JCI9799
  26. 26. De Bruijn J. D., Shankar K., Yuan H., and Habibovic P. Osteoinduction and its evaluation. In: Bioceramics and their clinical applications, Ed. by T. Kokubo (Woodhead Publ., Cambridge, 2008), pp. 199–219 DOI: 10.1201/9781439832530
  27. 27. McNally A. K. and Anderson J. M. Interleukin-4 induces foreign body giant cells from human monocytes/macrophages. Differential lymphokine regulation of macrophage fusion leads to morphological variants of multinucleated giant cells. Am. J. Pathol., 147 (5), 1487–1499 (1995).
  28. 28. Kanatani M., Sugimoto T., Fukase M., and Fujita T. Effect of elevated extracellular calcium on the proliferation of osteoblastic MC3T3-E1 cells: its direct and indirect effects via monocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun., 181 (3), 1425–1430 (1991). DOI: 10.1016/0006-291x(91)92098-5
  29. 29. Terkawi M. A., Matsumae G., Shimizu T., Takahashi D., Kadoya K., and Iwasaki N. Interplay between inflammation and pathological bone resorption: insights into recent mechanisms and pathways in related diseases for future perspectives. Int. J. Mol. Sci., 23 (3), 1786 (2022). DOI: 10.3390/ijms23031786
  30. 30. Lomovskaya Y. V., Kobyakova M. I., Senotov A. S., Fadeeva I. S., Lomovsky A. I., Krasnov K. S., and Fadeev R. S. Myeloid differentiation increases resistance of leukemic cells to TRAIL-induced death by reducing the expression of DR4 and DR5 receptors. Biochemistry (Moscow), Suppl. Ser. A: Membrane and Cell Biology, 17 (1), 43–57 (2023). DOI: 10.1134/S1990747822060101
  31. 31. Lomovskaya Y. V., Kobyakova M. I., Senotov A. S., Lomovsky A. I., Minaychev V. V., Fadeeva I. S., Shtatnova D. Y., Krasnov K. S., Zvyagina A. I., Akatov V. S., and Fadeev R. S. Macrophage-like THP-1 cells derived from high-density cell culture are resistant to TRAIL-induced cell death via down-regulation of death-receptors DR4 and DR5. Biomolecules, 12 (2), 150 (2022). DOI: 10.3390/ijms23147881
  32. 32. Sabido O., Figarol A., Klein J. P., Bin V., Forest V., Pourchez J., Fubini B., Cottier M., Tomatis M., and Boudard D. Quantitative flow cytometric evaluation of oxidative stress and mitochondrial impairment in RAW 264.7 macrophages after exposure to pristine, acid functionalized, or annealed carbon nanotubes. Nanomaterials (Switzerland), 10 (2), 319 (2020). DOI: 10.3390/nano10020319
  33. 33. Antonaci S., Tortorella C., Polignano A., Ottolenghi A., Jirillo E., and Bonomo L. Modulating effects on CD25 and CD71 antigen expression by lectin-stimulated T lymphocytes in the elderly. Immunopharmacol. Immunotoxicol., 13 (1–2), 87–100 (1991). DOI: 10.3109/08923979109019693
  34. 34. Schroeder H. A., Tipton I. H., and Nason A. P. Trace metals in man: Strontium and barium. J. Chronic Dis., 25 (9), 491–517 (1972). DOI: 10.1016/00219681(72)90150-6
  35. 35. Peana M., Medici S., Dadar M., Zoroddu M. A., Pelucelli A., Chasapis C. T., and Bjorklund G. Environmental barium: Potential exposure and health-hazards. Archives Toxicol., 95 (8), 2605–2612 (2021). DOI: 10.1007/s00204-021-03049-5
  36. 36. Fadeeva I. S., Teterina A. Y., Minaychev V. V., Senotov A. S., Smirnov I. V., Fadeev R. S., Smirnova P. V., Menukhov V. O., Lomovskaya Y. V., Akatov V. S., Barinov S. M., and Komlev V. S. Biomimetic remineralized three-dimensional collagen bone matrices with an enhanced osteostimulating effect. Biomimetics (Switzerland), 8 (1), 91 (2023). DOI: 10.3390/biomimetics8010091
  37. 37. Teterina A. Y., Minaychev V. V., Smirnova P. V., Kobiakova M. I., Smirnov I. V., Fadeev R. S., Egorov A. A., Ashmarin A. A., Pyatina K. V., Senotov A. S., Fadeeva I. S., and Komlev V. S. Injectable hydrated calcium phosphate bone-like paste: Synthesis, in vitro, and in vivo biocompatibility assessment. Technologies, 11 (3), 77 (2023). DOI: 10.3390/technologies11030077
  38. 38. Minaychev V. V., Teterina A. Y., Smirnova P. V., Menshih K. A., Senotov A. S., Kobyakova M. I., Smirnov I. V., Pyatina K. V., Krasnov K. S., Fadeev R. S., Komlev V. S., and Fadeeva I. S. Composite remineralization of bonecollagen matrices by low-temperature ceramics and serum albumin: A new approach to the creation of highly effective osteoplastic materials. J. Function. Biomater., 15 (2), 27 (2024). DOI: 10.3390/jfb15020027
  39. 39. Sowden E. M. and Stitch S. R. Trace elements in human tissue. 2. Estimation of the concentrations of stable strontium and barium in human bone. Biochem. J., 67 (1), 104–109 (1957). DOI: 10.1042/bj0670104
  40. 40. Panahifar A., Swanston T. M., Jake Pushie M., Belev G., Chapman D., Weber L., and Cooper D. M. Three-dimensional labeling of newly formed bone using synchrotron radiation barium K-edge subtraction imaging. Physics Med. Biol., 61 (13), 5077–5088 (2016). DOI: 10.1042/bj0670104
  41. 41. Panahifar A., Chapman L. D., Weber L., Samadi N., and Cooper D. M. L. Biodistribution of strontium and barium in the developing and mature skeleton of rats. J. Bone Mineral Metab., 37 (3), 385–398 (2019). DOI: 10.1007/s00774-018-0936-x
  42. 42. Foster A. D. The impact of bipedal mechanical loading history on longitudinal long bone growth. PloS One, 14 (2), 0211692 (2019). DOI: 10.1371/journal.pone.0211692
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека