Везде

ОБНБиофизика Biophysics

  • ISSN (Print) 0006-3029
  • ISSN (Online) 3034-5278

Гетерогенность ответов на калиевую нагрузку глутаматергических нейронов в вентральной и дорсальной частях зоны СА1 гиппокампа

Вы можете
Код статьи
S30345278S0006302925040064-1
DOI
10.7868/S3034527825040064
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Галашин А.С.
  • Аффилиация: Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН
Конаков М.В.
  • Аффилиация: Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН
Галашин А. С.
  • Аффилиация: Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН
Том/ Выпуск
Том 70 / Номер выпуска 4
Страницы
677-689
Аннотация
Проведено сравнительное исследование электрофизиологических характеристик пирамидальных нейронов дорсальной и вентральной частей зоны СА1 гиппокампа мышей с использованием метода пэтч-кламп в конфигурации «целая клетка». В качестве параметра дискриминации типов клеток использовалась калиевая нагрузка (увеличение [К+]o с 3.0 до 8.5 мМ в среде). Установлено, что в обеих частях зоны СА1 регистрируются два типа клеток с разной чувствительностью к калию. В клетках типа РС-А вызванная ступенькой тока I (от 10 до 200 пА) залповая активность потенцируется калием при увеличении [К+]o до 8.5 мМ, тогда как в клетках типа РС-I при токах I < 75–100 пA влияние калиевой нагрузки отсутствует, а при токах ≥ 125 пА наблюдается подавление залповой активности. Соотношение количества клеток РС-А/РС-I в вентральной и дорсальной частях равно 16 : 5 и 8 : 8 соответственно. В вентральных клетках PC-A потенциация калием залповой активности выше, чем в дорсальных. Только в клетках PC-A при калиевой нагрузке пороговый ток (Ith) уменьшается в 2.5 раза и проявляется спонтанная пачечная (пейсмейкерная) активность. Sag-потенциал и индекс адаптации вызванной импульсной активности в вентральных клетках PC-A выше, чем в дорсальных. Калиевая нагрузка уменьшает Sag-потенциал. Анализ вольтамперных характеристик показывает, что входящие и выходящие (преимущественно) медленные калиевые токи активируются при калиевой нагрузке. В вентральных нейронах обоих типов токи в 1.5–2.0 раза ниже, чем в дорсальных (при –100 мВ и +20 мВ). В совокупности эти данные позволяют предположить, что чувствительные к К+ o вентральные клетки типа РС-А могут играть важную роль в гипервозбуждении нейронных сетей и индукции эпилептогенеза.
Ключевые слова
пэтч-кламп пирамидальные нейроны поле СА1 гиппокампа калиевая нагрузка пейсмейкерные клетки гетерогенность электрофизиологических свойств
Дата публикации
11.12.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
32

Библиография

  1. 1. Fanselow M. S. and Dong H. W. Are the dorsal and ventral hippocampus functionally distinct structures? Neuron, 65, 7–19 (2010). DOI: 10.1016/j.neuron.2009.11.03
  2. 2. Bragdon A. C., Taylor D. M., and Wilson W. A. Potassium-induced epileptiform activity in area CA3 varies markedly along the septotemporal axis of the rat hippocampus. Brain Res., 378, 169–173 (1986).
  3. 3. Dougherty K. A., Islam T., and Johnston D. Intrinsic excitability of CA1 pyramidal neurones from the rat dorsal and ventral hippocampus. J. Physiol., 590, 5707–5722 (2012). DOI: 10.1113/jphysiol.2012.242693
  4. 4. Malik R., Dougherty K. A., Parikh K., Byrne C., and Johnston D. Mapping the electrophysiological and morphological properties of CA1 pyramidal neurons along the longitudinal hippocampal axis. Hippocampus, 26 (3), 341–361 (2016). DOI: 10.1002/hipo.22526
  5. 5. Arnold E. C., McMurray C., Gray R., and Johnston D. Epilepsy-induced reduction in HCN channel expression contributes to an increased excitability in dorsal, but not ventral, hippocampal CA1 neurons. eNeuro, 6 (2), ENEURO.0036-19.2019 (2019).DOI: 10.1523/ENEURO.0036-19.2019
  6. 6. Floriou-Servou A., von Ziegler L., Stalder L., Sturman O., Privitera M., Rassi A., Cremonesi A., Thöny B., and Bohacek J. Distinct proteomic, transcriptomic, and epigenetic stress responses in dorsal and ventral hippocampus. Biol. Psychiatry, 84 (7), 531–541(2018).DOI: 10.1016/j.biopsych.2018.02.003
  7. 7. Milior C., Di Castro M. A., Sciarria L. P., Garofalo S., Branchi I., Ragozzino D., Limatola C., and Maggi L. Electrophysiological properties of CA1 pyramidal neurons along the longitudinal axis of the mouse hippocampus. Sci. Rep., 6, 38242 (2016). DOI: 10.1038/srep38242
  8. 8. Racine R. J., Rose P. A., and Burnham W. M. Afterdischarge thresholdsand kindling rates in dorsal and ventral hippocampus and dentate gyrus. Can. J. Neurol. Sci., 4, 273–278 (1977). DOI: 10.1017/s0317167100025117
  9. 9. Galashin A. S., Konakov M. V., and Dynnik V. V. Comparison of spontaneous and evoked activity of CA1 pyramidal cells and dentate gyrus granule cells of the hippocampus at an increased extracellular potassium concentration. Biochemistry (Moscow), Suppl. Ser. A: Membrane and Cell Biology, 18 (4), 339–347 (2024).DOI: 10.1134/S1990747824700338
  10. 10. Nenov M. N., Tempia F., Denner L., Dineley K. T., and Laezza F. Impaired firing properties of dentate granule neurons in an Alzheimer's disease animal model are rescued by PPARγ agonism. J. Neurophysiol., 113 (6), 1712– 26 (2015). DOI: 10.1152/jn.00419.2014
  11. 11. Harden S. W. pyABF: a pure-Python ABF file reader. URL: https://pypi.org/project/pyabf/ (дата обращения: 05.05.2024).
  12. 12. Mishra P. and Narayanan R. The enigmatic HCN channels: A cellular neurophysiology perspective. Proteins, 93 (1), 72–92 (2025). DOI: 10.1002/prot.26643
  13. 13. Ha G. E. and Cheong E. Spike frequency adaptation in neurons of the central nervous system. Exp. Neurobiol., 26 (4), 179–185 (2017). DOI: 10.5607/en.2017.26.4.179
  14. 14. Yamashita T., Horio Y., Yamada M., Takahashi N., Kondo C., and Kurachi Y. Competition between Mg2+ and spermine for a cloned IRK2 channel expressed in a human cell line. J. Physiol., 493 (Pt 1), 143–156 (1996).DOI: 10.1113/jphysiol.1996.sp021370
  15. 15. Ishihara K. and Ehara T. A repolarization-induced transient increase in the outward current of the inward rectifier K+ channel in guinea-pig cardiac myocytes. J. Physiol., 510 (Pt 3), 755–771 (1998).DOI: 10.1111/j.1469-7793.1998.755bj.x
  16. 16. Dhamoon A. S., Pandit S. V., Sarmast F., Parisian K. R., Guha P., Li Y., Bagwe S., Taffet S. M., and Anumonwo J. M. B. Unique Kir2.x properties determine regional and species differences in the cardiac inward rectifier K+ current. Circ. Res., 94, 1332–1339 (2004).DOI: 10.1161/01.RES.0000128408.66946.67
  17. 17. McCormick D. A. and Pape H. C. Properties of a hyperpolarization-activated cation current and its role in rhythmic oscillation in thalamic relay neurones. J. Physiol., 431, 291–318 (1990). DOI: 10.1113/jphysiol.1990.sp018331
  18. 18. Azene E. M., Xue T., and Li R. A. Molecular basis of the effect of potassium on heterologously expressed pacemaker (HCN) channels. J. Physiol., 547, 349–356 (2003). DOI: 10.1113/jphysiol.2003.039768
  19. 19. Nuss H. B., Marbán E., and Johns D. C. Overexpression of a human potassium channel suppresses cardiac hyperexcitability in rabbit ventricular myocytes. J. Clin. Invest., 103, 889–896 (1999). DOI: 10.1172/JCI5073
  20. 20. Yarishkin O., Lee D.Y., Kim E., Cho C.-H., Choi J. H., Lee C. J., Hwang E. M., and Park J.-Y. TWIK-1 contributes to the intrinsic excitability of dentate granule cells in mouse hippocampus. Mol. Brain, 7, 80 (2014).DOI: 10.1186/s13041-014-0080-z
  21. 21. Bauer C. K. and Schwarz J. R. Ether-à-Go-Go K+ channels: Effective modulators of neuronal excitability. J. Physiol., 596 (5), 769–783 (2018). DOI: 10.1113/JP275477
  22. 22. Mishra P. and Narayanan R. Ion-channel degeneracy: Multiple ion channels heterogeneously regulate intrinsic physiology of rat hippocampal granule cells. Physiol. Rep., 9, e14963 (2021). DOI: 10.14814/phy2.14963
  23. 23. Raimondo J. V., Burman R. J., Katz A. A., and Akerman C. J. Ion dynamics during seizures. Front. Cell. Neurosci., 9, 419 (2015). DOI: 10.3389/fncel.2015.00419
  24. 24. Antonio L. L., Anderson M. L., Angamo E. A., Gabriel S., Klaft Z.-J., Liotta A., Salar S., Sandow N., and Heinemann U. In vitro seizure like events and changes in ionic concentration. J. Neurosci. Methods, 260, 33–44 (2016). DOI: 10.1016/j.jneumeth.2015.08.014
  25. 25. R asmussen R., O’Donnell J., Ding F., and Nedergaard M. Interstitial ions: A key regulator of statedependent neural activity? Prog. Neurobiol., 193, 101802 (2020). DOI: 10.1016/j.pneurobio.2020.101802
  26. 26. Traynelis S. F. and Dingledine R. Potassium-induced spontaneous electrographic seizures in the rat hippocampal slice. J. Neurophysiol., 59, 259–276 (1988).DOI: 10.1152/jn.1988.59.1.259
  27. 27. Jensen M. S. and Yaari Y. Role of intrinsic burst firing, potassium accumulation, and electrical coupling in the elevated potassium model of hippocampal epilepsy. J. Neurophysiol., 77, 1224–1233 (1997).DOI: 10.1152/jn.1997.77.3.1224
  28. 28. Bikson M., Hahn P. J., Fox J. E., and Jefferys J. Depolarization block of neurons during maintenance of electrographic seizures. J. Neurophysiol., 90 (4), 2402–2408 (2003). DOI: 10.1152/jn.00467.2003
  29. 29. Pan E. and Stringer J. L. Role of potassium and calcium in the generation of cellular bursts in the dentate gyrus. J. Neurophysiol., 77, 2293–2299 (1997).DOI: 10.1152/jn.1997.77.5.2293
  30. 30. Lee-Liu D. and Gonzalez-Billault C. Neuron-intrinsic origin of hyperexcitability during early pathogenesis of Alzheimer’s disease: An editorial highlight for ‘hippocampal hyperactivity in a rat model of Alzheimer’s disease’ on https://doi.org/10.1111/jnc.15323. J. Neurochem., 158, 586–588 (2021). DOI: 10.1111/jnc.15248
  31. 31. Sanabria E. R., Su H., and Yaari Y. Initiation of network bursts by Ca2+-dependent intrinsic bursting in the rat pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. J. Physiol., 532, 205–216 (2001).DOI: 10.1111/j.1469-7793.2001.0205g.x
  32. 32. Hofer K.T., Kandrács Á., Tóth K., Hajnal B., Bokodi V., Tóth E.Z., Erőss L., Entz L., Bagó A.G., Fabó D., Ulbert I., and Wittner L. Bursting of excitatory cells is linked to interictal epileptic discharge generation in humans. Sci. Rep., 12, 6280 (2022). DOI: 10.1038/s41598022-10319-4
  33. 33. Somjen G. G. and Müller M. Potassium-induced enhancement of persistent inward current in hippocampal neurons in isolation and in tissue slices. Brain Res., 885, 102–110 (2000). DOI: 10.1016/s0006-8993(00)02948-С
  34. 34. Yamashita T., Horio Y., Yamada M., Takahashi N., Kondo C., and Kurachi Y. Competition between Mg2+ and spermine for a cloned IRK2 channel expressed in a human cell line. J. Physiol., 493 (Pt 1), 143–156 (1996).DOI: 10.1113/jphysiol.1996.sp021370
  35. 35. Ishihara K. and Ehara T. A repolarization-induced transient increase in the outward current of the inward rectifier K+ channel in guinea-pig cardiac myocytes. J. Physiol., 510 (Pt 3), 755–771 (1998).DOI: 10.1111/j.1469-7793.1998.755bj.x
  36. 36. Dhamoon A. S., Pandit S. V., Sarmast F., Parisian K. R., Guha P., Li Y., Bagwe S., Taffet S. M., and Anumonwo J. M. B. Unique Kir2.x properties determine regional and species differences in the cardiac inward rectifier K+ current. Circ. Res., 94, 1332–1339 (2004).DOI: 10.1161/01.RES.0000128408.66946.67
  37. 37. McCormick D. A. and Pape H. C. Properties of a hyperpolarization-activated cation current and its role in rhythmic oscillation in thalamic relay neurones. J. Physiol., 431, 291–318 (1990). DOI: 10.1113/jphysiol.1990.sp018331
  38. 38. Azene E. M., Xue T., and Li R. A. Molecular basis of the effect of potassium on heterologously expressed pacemaker (HCN) channels. J. Physiol., 547, 349–356 (2003). DOI: 10.1113/jphysiol.2003.039768
  39. 39. Averin A. S., Konakov M. V., Pimenov O. Y., Galimova M. H., Berezhnov A. V., Nenov M. N., and Dynnik V. V. Regulation of papillary muscle contractility by NAD and ammonia interplay: Contribution of ion channels and exchangers. Membranes (Basel), 12 (12), 1239 (2022). DOI: 10.3390/membranes12121239
  40. 40. Cui E. D. and Strowbridg B. W. Selective attenuation of Ether-a-go-go related K+ currents by endogenous acetylcholine reduces spike-frequency adaptation and network correlation eLife. eLife, 29 (8), e44954 (2019).DOI: 10.7554/eLife.44954
  41. 41. Goaillard J.-M. and Marder E. Ion channel degeneracy, variability, and covariation in neuron and circuit resilience. Annu. Rev. Neurosci., 44, 335–357 (2021).DOI: 10.1146/annurev-neuro-092920-121538
  42. 42. Fröhlich F., Bazhenov M., Iragui-Madoz V., and Sejnowski T. J. Potassium dynamics in the epileptic cortex: new insights on an old topic. Neuroscientist, 14, 422–433 (2008). DOI: 10.1177/1073858408317955
  43. 43. de Curtis M., Uva L., Gnatkovsky V., and Librizzi L. Potassium dynamics and seizures: why is potassium ictogenic? Epilepsy Res., 143, 50–59 (2018).DOI: 10.1016/j.eplepsyres.2018.04.005
  44. 44. Proskurina E. Yu. and Zaitsev A. V. Regulation of potassium and chloride concentrations in nervous tissue as a method of anticonvulsant therapy J. Evol. Biochem. Physiol., 58 (5), 1275–1292 (2008).DOI: 10.1134/S0022093022050015
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека