ОБНБиофизика Biophysics

  • ISSN (Print) 0006-3029
  • ISSN (Online) 3034-5278

Бетагистин нормализует состояние митохондрий в нейронах Дейтерса при вестибулярной стимуляции

Код статьи
S30345278S0006302925040071-1
DOI
10.7868/S3034527825040071
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Том/ Выпуск
Том 70 / Номер выпуска 4
Страницы
690-698
Аннотация
Изучено состояние митохондрий в нейронах латерального вестибулярного ядра Дейтерса у мышей после 8-часовой вестибулярной стимуляции. Показано, что через час после стимуляции в митохондриях нейронов Дейтерса произошли значительные изменения: увеличение площади, нарушение структуры крист, наличие митофагосом. При этом уровень мРНК белков-маркеров биогенеза митохондрий (PGC-1α), их деления (DRP-1), а также слияния внешней и внутренней мембран митохондрий (MFN1, MFN2, OPA) повысился, что указывает на активацию митогенеза в нейронах Дейтерса в результате стимуляции вестибулярной системы. Введение бетагистина за 30 мин до стимуляции в дозе 300 мг/кг предотвратило митохондриальные нарушения и образование митофагосом. Полученные данные указывают на то, что при усиленной вестибулярной стимуляции нейроны Дейтерса могут претерпеть значительные нарушения. Выявленные механизмы митохондриальных повреждений позволяют определить потенциальную стратегию для лечения заболеваний, связанных с нарушением митохондриальной динамики (например, нейродегенеративных заболеваний или ишемии).
Ключевые слова
нейроны латерального вестибулярного ядра стимуляция бетагистин митохондрии ультраструктура экспрессия генов
Дата публикации
11.12.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
40

Библиография

  1. 1. Provensi G., Blandina P., and Passani M. B. The histaminergic system as a target for the prevention of obesity and metabolic syndrome. Neuropharmacology, 106, 3–12 (2016). DOI: 10.1016/j.neuropharm.2015.07.002
  2. 2. Lian J., Huang X. F., Pai N., and Deng C. Ameliorating antipsychotic-induced weight gain by betahistine: Mechanisms and clinical implications. Pharmacol Res., 106, 51– 63 (2016). DOI: 10.1016/j.phrs.2016.02.011
  3. 3. Takeda N., Matsuda K., Fukuda J., Sato G., Uno A., and Kitahara T. Vestibular compensation: Neural mechanisms and clinical implications for the treatment of vertigo. Auris Nasus Larynx, 51 (2), 328–336 (2024).DOI: 10.1016/j.anl.2023.11.009
  4. 4. Lacour M. Betahistine treatment in managing vertigo and improving vestibular compensation: clarification. J. Vestib Res., 23 (3), 139–151 (2013). DOI: 10.3233/VES-130496
  5. 5. Wu P., Cao W., Hu Y., and Li H. Effects of vestibular rehabilitation, with or without betahistine, on managing residual dizziness after successful repositioning manoeuvres in patients with benign paroxysmal positional vertigo: a protocol for a randomised controlled trial. BMJ Open, 9 (6), e026711 (2019).DOI: 10.1136/bmjopen-2018-026711
  6. 6. Mani V . and Arfeen M. Betahistine's neuroprotective actions against lipopolysaccharide-induced neurotoxicity: Insights from experimental and computational studies. Brain Sci., 14 (9), 876 (2024).DOI: 10.3390/brainsci14090876
  7. 7. Mani V. Betahistine protects doxorubicin-induced memory deficits via cholinergic and anti-inflammatory pathways in mouse brain. Int. J. Pharmacol., 17 (8), 584–595 (2021).
  8. 8. Angelaki D. E., Klier E. M., and Snyder L. H. A vestibular sensation: probabilistic approaches to spatial perception. Neuron, 64 (4), 448–461(2009).DOI: 10.1016/j.neuron.2009.11.010
  9. 9. Strupp M., Dlugaiczyk J., Ertl-Wagner B. B., Rujescu D., Westhofen M., and Dieterich M. Vestibular disorders. Dtsch. Arztebl. Int., 117 (17), 300–310 (2020).DOI: 10.3238/arztebl.2020.0300
  10. 10. Pokhrel P. K., Hall R., Pendergrass M., and Kaur J. Vestibular disorders. Prim. Care: Clinics in Office Practice, 52 (1), 15–25 (2025). DOI: 10.1016/j.pop.2024.09.004
  11. 11. Giacomello M., Pyakurel A., Glytsou C., and Scorrano L. The cell biology of mitochondrial membrane dynamics. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 21, 204–224 (2020).DOI: 10.1038/s41580-020-0210-12
  12. 12. Song J., Herrmann J.M., and Becker T. Quality control of the mitochondrial proteome. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 22, 54–70 (2021). DOI: 10.1038/s41580-020-00300-2
  13. 13. Kondadi A. K. and Reichert A. S. Mitochondrial dynamics at different levels: From cristae dynamics to interorganellar cross talk. Annu. Rev. Biophys., 53 (1), 147–168 (2024). DOI: 10.1146/annurev-biophys-030822-020736
  14. 14. Imaizumi M., Miyazaki S., and Onodera K. Effects of betahistine, a histamine H1 agonist and H3 antagonist, in a light/dark test in mice. Methods Find. Exp. Clin. Pharmacol., 18 (1), 19–24 (1996). PMID: 8721252
  15. 15. The ALLEN Mouse Brain Atlas: https://mouse.brainmap.org/static/atlas
  16. 16. Mikheeva I. B., Malkov A. E., Pavlik L. L., Arkhipov V. I., and Levin S. G. Effect of TGF-beta1 on long-term synaptic plasticity and distribution of AMPA receptors in the CA1 field of the hippocampus. Neurosci. Lett., 704, 95–99 (2019). DOI: 10.1016/j.neulet.2019.04.005
  17. 17. Zhang Z. H., Liu L. P., Fang Y., Wang X. C., Wang W., Chan Y. S., Wang L., Li H., Li Y. Q., and Zhang F. X. A new vestibular stimulation mode for motion sickness with emphatic analysis of pica. Front. Behav. Neurosci., 16, 882695 (2022). DOI: 10.3389/fnbeh.2022.882695
  18. 18. Curthoys I. S. and Halmagyi G. M. Vestibular compensation: A review of the oculomotor, neural, and clinical consequences of unilateral vestibular loss. J. Vestibular Res., 5 (2), 67–107 (1995).
  19. 19. Dutia M. B. Mechanisms of vestibular compensation: Recent advances. Curr. Opin. Otolaryngology & Head and Neck Surg., 18 (5), 420–424(2010).
  20. 20. Smith P. F. and Darlington C. L. Neuroplasticity and vestibular compensation. J. Vestibular Res., 23 (1), 3–15 (2013).
  21. 21. Han B., Jiang W., Cui P., Zheng K., Dang C., Wang J., Li H., Chen L., Zhang R., Wang Q. M., Ju Z., and Hao J. Microglial PGC-1α protects against ischemic brain injury by suppressing neuroinflammation. Genome Med., 13 (1), 47 (2021). DOI: 10.1186/s13073-021-00863-5
  22. 22. Liu X., Li T., Tu X., Xu M., and Wang J. Mitochondrial fission and fusion in neurodegenerative diseases: Ca2+ signalling. Mol. Cell Neurosci., 132, 103992 (2025).DOI: 10.1016/j.mcn.2025.103992
  23. 23. Schrepfer E. and Scorrano L. Mitofusins, from Mitochondria to Metabolism. Mol. Cells, 61 (5), 683–694 (2016). DOI: 10.1016/j.molcel.2016.02.022
  24. 24. Bell M. B., Bush Z., McGinnis G. R., and Rowe G. C. Adult skeletal muscle deletion of Mitofusin 1 and 2 impedes exercise performance and training capacity. J. Appl. Physiol., 126 (2), 341–353(2019).DOI: 10.1152/japplphysiol.00719.2018
  25. 25. Shields L. Y., Kim H., Zhu L., Haddad D., Berthet A., Pathak D., Lam M., Ponnusamy R., Diaz-Ramirez L. G., Gill T. M., Sesaki H., Mucke L., and Nakamura K. Dynamin-related protein 1 is required for normal mitochondrial bioenergetic and synaptic function in CA1 hippocampal neurons. Cell Death Dis., 6 (4), e1725 (2015). DOI: 10.1038/cddis.2015.94
  26. 26. Cho B., Choi S. Y., Cho H. M., Kim H. J., and Sun W. Physiological and pathological significance of dynaminrelated protein 1 (drp1)-dependent mitochondrial fission in the nervous system. Exp. Neurobiol., 22 (3), 149–157 (2013). DOI: 10.5607/en.2013.22.3.149
  27. 27. Galluzzi L., Baehrecke E. H., Ballabio A., Boya P., Bravo-San Pedro J. M., Cecconi F., Choi A. M., Chu C. T., Codogno P., Colombo M. I., Cuervo A. M., Debnath J., Deretic V., Dikic I., Eskelinen E. L., Fimia G. M., Fulda S., Gewirtz D. A., Green D. R., Hansen M., Harper J. W., Jäättelä M., Johansen T., Juhasz G., Kimmelman A. C., Kraft C., Ktistakis N. T., Kumar S., Levine B., Lopez-Otin C., Madeo F., Martens S., Martinez J., Melendez A., Mizushima N., Münz C., Murphy L. O., Penninger J. M., Piacentini M., Reggiori F., Rubinsztein D. C., Ryan K. M., Santambrogio L., Scorrano L., Simon A. K., Simon H. U., Simonsen A., Tavernarakis N., Tooze S. A., Yoshimori T., Yuan J., Yue Z., Zhong Q., and Kroemer G. Molecular definitions of autophagy and related processes. EMBO J., 36 (13), 1811–1836 (2017).DOI: 10.15252/embj.201796697
  28. 28. Mouli P. K., Twig G., and Shirihai O. S. Frequency and selectivity of mitochondrial fusion are key to its quality maintenance function. Biophys J., 96 (9), 3509–3518 (2009). DOI: 10.1016/j.bpj.2008.12.3959
  29. 29. Nah J., Yuan J., and Jung Y. K. Autophagy in neurodegenerative diseases: from mechanism to therapeutic approach. Mol. Cells, 38 (5), 381–389 (2015).DOI: 10.14348/molcells.2015.0034
  30. 30. Zhu J., Wang K. Z., and Chu C. T. After the banquet: mitochondrial biogenesis, mitophagy, and cell survival. Autophagy, 9 (11), 1663–1676 (2013). DOI: 10.4161/auto.241
  31. 31. Guth P. S., Shipon S., Valli P., Mira E., and Benvenuti C. A pharmacological analysis of the effects of histamine and betahistine on the semicircular canal. In: Vertigine e Betaistine, Ed. by C. Benvenuti (Formenti, Milan, Italy, 2000), pp. 19–30.
  32. 32. Soto E., Chávez H., Valli P., Benvenuti C., and Vega R. Betahistine produces a postsynaptic inhibition on the excitability of the primary afferent neurons in the vestibular endorgans. Acta Otolaryngol., 545 (Suppl.), 19–24 (2001). DOI: 10.1080/000164801750388045
  33. 33. Chávez O., Vega R., and Soto E. Histamine (H3) receptors modulate the excitatory amino acid receptor response of the vestibular afferent. Brain Res., 1064, 1–9 (2005). DOI: 10.1016/j.brainres.2005.10.027
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека