ОБНБиофизика Biophysics

  • ISSN (Print) 0006-3029
  • ISSN (Online) 3034-5278

Дигидрокверцетин нормализует уровень глюкозы и подавляет окислительный стресс в аорте крыс, обработанных аллоксаном

Код статьи
S30345278S0006302925040186-1
DOI
10.7868/S3034527825040186
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Том/ Выпуск
Том 70 / Номер выпуска 4
Страницы
787-793
Аннотация
Патологические изменения в сосудах при диабете определяются окислительным стрессом. Действие флавоноидов на окислительный стресс в сосудах при диабете не изучено. В настоящей работе исследовали влияние флавaнонола дигидрокверцетина на уровень глюкозы в крови, активность ангиотензин-превращающего фермента и образование активных форм кислорода в аорте крыс с диабетом, индуцированным аллоксаном. Было показано, что дигидрокверцетин снижает уровень глюкозы в крови, активность ангиотензин-превращающего фермента и образование активных форм кислорода в аорте крыс c диабетом до значений этих показателей в аорте контрольных крыс. Дигидрокверцетин нормализует также тест на толерантность к глюкозе у крыс с диабетом. Эффекты дигидрокверцетина исчезают после прекращения его потребления. Таким образом, дигидрокверцетин может быть полезен для лечения диабета, но его потребление должно быть непрерывным.
Ключевые слова
аорта активные формы кислорода аллоксан ангиотензин-превращающий фермент диабет дигидрокверцетин
Дата публикации
11.12.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
31

Библиография

  1. 1. Ostrauskas R. The prevalence of type 1 diabetes mellitus among 15−34-year-aged Lithuanian inhabitants during 1991–2010. Prim. Care Diabetes, 9 (2), 105–111 (2015). DOI: 10.1016/j.pcd.2014.07.009
  2. 2. Delbin M. A. and Trask A. J. The diabetic vasculature: Physiological mechanisms of dysfunction and influence of aerobic exercise training in animal models. Life Sci, 102 (1), 1–9 (2014). DOI: 10.1016/j.lfs.2014.02.021
  3. 3. Kayama Y., Raaz U., Jagger A., Adam M., Schellinger I. N., Sakamoto M. M., Suzuki H., Toyama K., Spin J. M., and Tsao P. S. Diabetic cardiovascular disease induced by oxidative stress. Int. J. Mol. Sci., 16 (10), 25234–25263 (2015). DOI: 10.3390/ijms161025234
  4. 4. Dandona P., Thusu K., Cook S., Snyder B., Makowski J., Armstrong D., and Nicotera T. Oxidative damage to DNA in diabetes mellitus. Lancet, 347 (8999), 444–445 (1996).
  5. 5. Coskun O., Kanter M., Korkmaz A., and Oter S. Quercetin, a flavonoid antioxidant, prevents and protects streptozotocin-induced oxidative stress and β-cell damage in rat pancreas. Pharmacol. Res., 51 (2), 117–123 (2005).DOI: 10.1016/j.phrs.2004.06.002
  6. 6. Mahesh T., and Menon V.P. Quercetin allievates oxidative stress in streptozotocin-induced diabetic rats. Phytotherapy Res, 18 (2), 123–127 (2004). DOI: 10.1002/ptr.1374
  7. 7. Vessal M., Hemmati M., and Vasei M. Antidiabetic effects of quercetin in streptozocin-induced diabetic rats. Compar. Biochem. Physiolog. Part C, 135 (3), 357–364 (2003). DOI: 10.1016/S1532-0456(03)00140-6
  8. 8. Ahmed S., Mundhe N., Borgohain M., Chowdhury L., Kwatra M., Ahmed A., and Lahkar M. Diosmin modulates the NF-kB signal transduction pathwaysand downregulation of various oxidative stress markersin alloxan-induced diabetic nephropathy. Inflammation, 39 (5), 1783– 1797 (2016). DOI: 10.1007/s10753-016-0413-4
  9. 9. Arutyunyan T. V., Korystova A. F., Kublik L. N., Levitman M. Kh., Shaposhnikova V. V., and Korystov Y. N. Effects of taxifolin on the activity of angiotensin-converting enzyme and reactive oxygen and nitrogen species in the aorta of aging rats and rats treated with the nitric oxide synthase inhibitor and dexamethasone. Age, 35, 2089– 2097 (2013). DOI: 10.1007/s11357-012-9497-4
  10. 10. Samokhvalova T. V., Kim Y. A., Korystova A. F., Kublik L. N., Shaposhnikova V. V., and Korystov Y. N. (+)-Catechin stereoisomer and gallate induce oxidative stress in rat aorta. Molecules, 27, 3379 (2022).DOI: 10.3390/molecules27113379
  11. 11. Kim Y. A., Korystova A. F., Kublik L. N., Levitman M. Kh., Shaposhnikova V. V., and Korystov Y. N. Flavonoids decrease the radiation-induced increase in the activity of the angiotensin-converting enzyme in rat aorta. Eur. J. Pharmacol., 837 (1), 33–37 (2018).DOI: 10.1016/j.ejphar.2018.08.029
  12. 12. Griendling K. K., Minieri C. A., Ollerenshaw J. D., and Alexander R. W. Angiotensin II stimulates NADH and NADPH oxidase activity in cultured vascular smooth muscle cells. Circ. Res., 74 (6), 1141–1148 (1994).DOI: 10.1161/01.RES.74.6.1141
  13. 13. Anikina V. A., Kim Y. A., Korystova A. F., Levitman M. Kh., Shaposhnikova V. V., and Korystov Y. N. Effects of catechin on activity of angiotensin-converting enzyme and generation of reactive oxygen species in rat aorta. Bull. Exp. Biol. Med., 168 (11), 565–568 (2019). DOI: 10.1007/s10517-020-04766-0
  14. 14. Arutyunyan T. V., Korystova A. F., Kublik L. N., Levitman M. Kh., Shaposhnikova V. V., and Korystov Y. N. Taxifolin and fucoidin abolish the irradiation-induced increase in the production of reactive oxygen species in rat aorta. Bull. Exp. Biol. Med., 160 (5), 635–638 (2016). DOI: 10.1007/s10517-016-3236-2
  15. 15. Hasana Md. M., Ahmed Q. U., Soada S. Z. M., and Tunnab T. S. Animal models and natural products to investigate in vivo and in vitro antidiabetic activity. Biomed. Pharmacother., 101, 833–841 (2018).DOI: 10.1016/j.biopha.2018.02.137
  16. 16. Young P. W., Cawthorne M. A., Coyle P. J., Holder J. C., and Smith S. A. Report on the treatment of obese mice with BRL-49653, a new and potent insulin sensitizer, enhances insulin action in white adipocytes. Association with increased insulin binding and cell surface GLUT4 as measured by photo affinity labeling. Diabetes, 44 (9), 1087–1092 (1995). DOI: 10.2337/diab.44.9.1087
  17. 17. Ackermann A., Fernandez-Alfonso M. S., Sanchez-deRojas R., Ortega T., Paul M., and González C. Modulation of angiotensin-converting enzyme by nitric oxide. Br. J. Pharmacol., 124 (2), 291–298 (1998).DOI: 10.1038/sj.bjp.0701836
  18. 18. Miyamoto A., Murata S., and Nishio A. Role of ACE and NEP in bradykinin-induced relaxation and contraction response of isolated porcine basilar artery. NaunynSchmiedeberg’s Arch. Pharmacol., 365 (5), 365–370 (2002). DOI: 10.1007/s00210-002-0543-0
  19. 19. Korystov Y. N., Emel’yanov M. O., Korystova A. F., Levitman M. Kh., and Shaposhnikova V. V. Determination of reactive oxygen and nitrogen species in rat aorta using the dichlorofluorescein assay. Free Radic. Res., 43 (2), 149– 155 (2009). DOI: 10.1080/10715760802644686
  20. 20. Hanhineva K., Törrönen R., Bondia-Pons I., Pekkinen J., Kolehmainen M., Mykkänen H., and Poutanen K. Impact of dietary polyphenols on carbohydrate metabolism. Int. J. Mol. Sci., 11 (4), 1365–1402 (2010).DOI: 10.3390/ijms11041365
  21. 21. Hii C. S. T. and Howell S. L. Effects of epicatechin on rat islets of Langerhans. Diabetes, 33 (3), 291–296 (1984). DOI: 10.2337/diab.33.3.291
  22. 22. Montanya E., Nacher V., Biarnés M., and Soler J. Linear correlation between β-cell mass and body weight throughout the lifespan in Lewis rats. Role of β-cell hyperplasia and hypertrophy. Diabetes, 49 (8) 1341–1346 (2000). DOI: 10.2337/diabetes.49.8.1341
  23. 23. Hadcocks S., Richardson M., Winocour P., and Hatton M. W. C. Intimal alterationsin the first six months of alloxan-induced diabetes. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 11 (3), 517–529 (1991).DOI: 10.1161/01.ATV.11.3.517
  24. 24. Kim J. A., Berliner J. A., Natarajan R. D., and Nadler J. L. Evidence that glucose increases monocyte binding to human aortic endothelial cells. Diabetes, 43 (9), 1103–1107 (1994). DOI: 10.2337/diab.43.9.1103
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека